摘要

流式細胞術作為多參數、高通量的細胞分析技術，在細胞表型鑒定、免疫反應研究、疾病機制探索及藥物效果評估中發揮關鍵作用。而樣本制備是流式實驗成功的核心前提，需將不同來源樣本處理為單顆粒懸液，并最大程度減少細胞死亡與碎片干擾。本文針對組織、外周血 / 骨髓、體液三類常見樣本，詳細梳理其取材要求、制備步驟及注意事項，同時補充組織酶解法的操作要點與膠原酶選型指南，為流式實驗人員提供可直接參考的標準化操作方案。

一、流式實驗樣本操作核心原則

流式分析的基礎是獲得高質量單顆粒懸液（活細胞、固定細胞、細胞核、微生物等），核心原則需圍繞 “減少細胞損傷、降低干擾” 展開：

1. 細胞狀態優先：死細胞易結團，會吸附游離抗體并產生強自發熒光，直接影響熒光信號準確性；需通過輕柔操作、合理保存條件維持細胞活性。
2. 控制碎片含量：過多細胞碎片會增加背景噪音，嚴重時可能掩蓋目標細胞信號，需通過過濾、離心等步驟去除雜質與碎片。
3. 保持抗原活性：避免使用甲醛、乙醇等固定劑，除非實驗明確要求；酶或表面活性劑的使用需謹慎，防止破壞細胞表面抗原位點。

二、組織樣本（淋巴結、脾、肝等）處理方法

組織樣本因結構致密，需通過機械處理分散為單細胞懸液，是流式樣本制備中操作難度較高的類型之一。

2.1 取材要求

• 保存條件：新鮮組織需立即放入生理鹽水或 PBS 中，室溫下 12 小時內完成處理；若無法及時處理，可 4℃冷藏保存，但最長不超過 48 小時。
• 禁忌事項：嚴禁使用甲醛、乙醇等固定劑，避免酶或表面活性劑預處理，防止抗原變性或細胞活性喪失。